FACULDADE DE EDUCAÇÃO DE BACABAL
CURSO DE FARMÁCIA
Aldiane Miranda
Alanne Cardoso
Apollyana
Teixeira
Celdeane
Rodrigues
Cintia Cristiene
Cintia Santos
Clenilda Santos
Kairo Oliveira
Práticas de Laboratório
Relatório apresentado à Faculdade de Educação de
Bacabal (FEBAC), como requisito para obtenção de nota na disciplina de Microbiologia
Clinica.
Orientador: Prof. Dr. Luis Carlos Ericeira
Bacabal – MA
2015
1.Coloração de Gram
Introdução
O método tintorial predominante utilizado em
bacteriologia é o método de Gram. Essa técnica é simples, rápida e tem
capacidade de resolução, permitindo o correto diagnóstico em cerca de 80% dos
pacientes em caráter de pronto atendimento em nível local. Os custos com
investimento e manutenção são consideravelmente baixos diante da eficácia
alcançada com os resultados imediatos dos testes. Essa técnica requer
instalação simples, necessitando apenas de uma sala pequena com disponibilidade
de água e gás, onde deverá ser instalado um balcão com pia e um bico de Busen,
eventualmente substituído por uma lamparina ou espiriteira. São ainda
necessários: microscópio com objetiva de imersão e bateria para a coloração de
Gram. Os corantes devem ser preparados pelo próprio laboratório ou por um
laboratório habitado que assegure a qualidade do produto. Finalmente, e mais
importante, são necessários técnicos de laboratório treinados, responsáveis e
conscientes do valor do seu trabalho. A coloração de Gram recebeu este nome em
homenagem a seu descobridor, o médico dinamarquês Hans Cristian Joaquim Gram.
Em 1884, Gram observou que as bactérias adquiriram cores diferentes, quando
tratadas com diferentes corantes. Isso permitiu classificá-las em dois grupos
distintos: as que ficavam roxas, que foram chamadas de Gram-positivas, e as que
ficavam vermelhas, chamadas de Gram-negativas. Após descrição do método,
inúmeras propostas de modificação foram feitas.
Objetivos
Desenvolver habilidades para executar as
técnicas de preparação de esfregaços e para o método de coloração de Gram,
sabendo diferenciar e classificar as bactérias de acordo com a coloração obtida
e relacionando-as à composição química da parede celular das mesmas.
Desenvolver a habilidade, também, para utilizar o microscópio óptico,
observando as bactérias após a coloração de Gram.
Materias e Métodos
Materiais
1. Violeta de Metila
2. Lâmina
3. Lugol
4. Alcool Etilico
5. Fucsina
Método
1. Cubra o esfregaço com violeta-de-metila e
deixe por aproximadamente 1 minuto;
2. Adicione igual quantidade de água sobre a
lâmina coberta com violeta-de-metila e deixe agir por mais 45 segundos;
3. Escorra o corante e lave em um filete de
água corrente; Cubra a lâmina com lugol diluído e deixe agir por
aproximadamente 1 minuto;
4. Escorra o lugol e lave em um filete de água
corrente;
5. Adicione álcool etílico sobre a lâmina;
descorando-a, até que não desprenda mais corante;
6. Lave em um filete de água corrente;
7. Cubra a lâmina com fucsina e deixe agir por
aproximadamente 30 segundos;
8. Lave em um filete de água corrente;
9. Deixe secar ao ar livre.
10. Em
seguida examinou-se ao microscópio com a objetiva de imersão.
Resultados e Discussão
Vários pesquisadores tentaram, com pouco
sucesso, determinar o mecanismo envolvido no método de coloração. Conceitos
diversos têm sido apresentados, tais como:
1. A existência de um substrato Gram-positivo
e específico;
2. As bactérias Gram-positivas e
Gram-negativas possuiriam diferentes afinidades com o corante primário cristal
de violeta; e
3. A existência de diferentes graus de
permeabilidade na parede dos microrganismos Gram-positivos e Gram-negativos
Este último é o mais aceito atualmente. Tanto
a espessura da parede celular, quanto as dimensões dos espaços intersticiais,
por exemplo, “diâmetro do poro”, parecem ser determinantes do resultado final
da coloração de Gram. Segundo esse conceito, quando as estruturas celulares são
cobertas pela violeta-de-metila, todas se coram em roxo. Com a adição do lugol,
também chamado de mordente, ocorre a formação do completo iodo-pararosanilina.
Esta reação tem a propriedade de fixar o corante primário nas estruturas
coradas. Algumas estruturas perdem a cor violeta rapidamente, quando se aplica
um agente descorante, como álcool etílico, enquanto outras perdem sua cor mais
lentamente ou não perdem a cor. A safranina cora as estruturas que foram
descoradas. As bactérias que têm a parede celular composta por mureína
(peptídeoglicano - peptídeo de ácido n-acetil murâmico), durante o processo de
descoloração com álcool etílico, retém o corante. Já as bactérias com parede
celular composta predominantemente por ácidos graxos (lipopolissacarídeos e
lipoproteínas) perdem o complexo iodo-pararosanilina, assumindo a cor do
corante de fundo.
Conclusão
A técnica da coloração diferencial de Gram mostrou-se
muito eficiente, pois foi possível chegar a uma conclusão sobre a forma e o
arranjo das bactérias que nos foi proposto analisar.
2.
Meios de Cultura
Introdução
O crescimento
dos microrganismos nos diferentes meios de cultura utilizados fornece as
primeiras informações para a sua identificação. É importante conhecer o
potencial de crescimento de cada meio de cultura e adequar ao perfil bacteriano
esperado para cada material.
Finalidade
Ágar Cled é um meio de cultura enriquecido, destinado ao isolamento e cultivo de diversos microrganismos, recomendado para amostras de urina, fornecendo uma boa diferenciação colonial, com características diagnósticas nítidas. Permite, portanto, a cultura e contagem de bactérias Gram-positivas ou Gram-negativas, impedindo a formação do “véu” de Proteus spp.
Ágar Cled é um meio de cultura enriquecido, destinado ao isolamento e cultivo de diversos microrganismos, recomendado para amostras de urina, fornecendo uma boa diferenciação colonial, com características diagnósticas nítidas. Permite, portanto, a cultura e contagem de bactérias Gram-positivas ou Gram-negativas, impedindo a formação do “véu” de Proteus spp.
Princípio
de ação
A lactose facilita a detecção de coliformes contaminantes fermentadores da mesma e que são facilmente reconhecidos pela mudança de coloração do meio (verde para o amarelo) e concomitantemente a isso, por se tratar de um meio eletrólito-deficiente, impede a formação do “véu” de Proteus spp.
Amostra
Urina de jato médio, colhida seguindo critérios de assepsia e higienização em coletor esterilizado ou recipiente adequado. As amostras devem ser colhidas seguindo cuidados específicos de forma a se obter representatividade do processo infeccioso, assepsia na coleta da amostra e sem interações medicamentosas. Não aconselha-se o armazenamento da amostra. Em casos extremos, em que não se pode realizar o inóculo imediato, a amostra deve ser conservada sob refrigeração a 4ºC por no máximo 24h.
Urina de jato médio, colhida seguindo critérios de assepsia e higienização em coletor esterilizado ou recipiente adequado. As amostras devem ser colhidas seguindo cuidados específicos de forma a se obter representatividade do processo infeccioso, assepsia na coleta da amostra e sem interações medicamentosas. Não aconselha-se o armazenamento da amostra. Em casos extremos, em que não se pode realizar o inóculo imediato, a amostra deve ser conservada sob refrigeração a 4ºC por no máximo 24h.
Procedimentos
Pesar
e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
Esterilizar em autoclave;
Resfriar à +/- 50°C e distribuir de 20 a 25 ml
em placas de Petri 90 mm estéreis;
Deixar em temperatura ambiente até resfriar.
Após incubação, observar as placas.
Interpretação
Não havendo crescimento bacteriano, constata-se amostra isenta de bactérias. Havendo crescimento bacteriano, realizar a contagem do número de colônias e multiplicar pelo fator de diluição ou pelo volume relativo da alça. Este procedimento visa obter o número de colônias/ml.
Não havendo crescimento bacteriano, constata-se amostra isenta de bactérias. Havendo crescimento bacteriano, realizar a contagem do número de colônias e multiplicar pelo fator de diluição ou pelo volume relativo da alça. Este procedimento visa obter o número de colônias/ml.
Exemplo: nº de colônias contadas: 25
Calibração da alça= 1,0×10-³ ml
nº de colônias/ml=25×10³=25.000 colônias/ml
Cor original do
meio: azul claro.
Colônias lactose
positiva: cor amarela.
Colônias lactose
negativa: cor azul.
CONTROLE DE
QUALIDADE
Positivo:
Lactose positiva: Escherichia coli ATCC 25922:
crescimento moderado a denso, colônias médias ou grandes amareladas, após 48
horas de incubação.
Lactose negativa: Proteus vulgaris ATCC 8427:
crescimento moderado a denso, colônias azuis translúcidas.
Negativo: ausência de crescimento
CARACTERISTICAS
DE CRESCIMENTO:
Escherichia
coli: colônias opacas, amarelas com ligeira cor amarelo escuro no centro, com
cerca de 1,25 mm de diâmetro, as não fermentadoras de lactose colônias azuis
Espécies de
Klebsiella: colônias muito mucosas, cor variável de amarelo a branco azulado
Espécies de
Proteus: colônias azul translúcidas, geralmente menor que E.coli
Espécies de Salmonella: colônias planas, cor
azul
Enterococcus
faecalis: colônias amarelas, com cerca de 0,5 mm de diâmetro
Staphylococcus
aureus: colônias amarelas, com cerca de 0,75 mm de diâmetro
Staphylococcus
coagulase negativa: colônias amarelo palha e brancas
Corynebacterium:
colônias pequenas e cinza
Lactobacilos:
colônias pequenas e com superfície rugosa
Pseudomonas aeruginosa: colônias verdes, com
superfície prateada e periferia rugosa.
RECOMENDAÇÕES
Organismos que
fermentam lactose baixam o pH e mudam a cor do meio de verde para amarelo,
podendo assim verificar se o microrganismo é lactose negativa ou positiva;
3. CULTURA DE FEZES - COPROCULTURA
Objetivos: Isolar germes
enteropatogênicos de fezes e observar as características morfológicas das
colônias dos principais germes.
Princípio: A
coprocultura fundamenta-se na pesquisa dos enteropatógenos nas fezes, tais como
Escherichia coli, Salmonella, Shigella, outras Enterobacterias e Enterococos.
A pesquisa de outros
enteropatógenos tais como Campylobacter, Vibrio cholerae, são realizados em
meios de cultura especiais, devendo ser solicitada pelo médico
Material: Amostra de
fezes1, ágar verde-brilhante ( Kristensen), ágar EMB, ágar SS e caldo selenito
ou tetrationato, alça de platina, bico de Bunsen, estufa a 37ºC.
Metodologia:
* Semear as fezes pelo
método de esgotamento, nos seguintes meios de cultura: ágar verde-brilhante
(Kristensen) , ágar EMB, ágar SS e ágar-sangue.
* Incubar os meios a
37ºC por 24 a 48 horas.
* Observar as
características da colônias e proceder a identificação (provas bioquímicas)
* A semeadura deve ser
feita com alça de platina ou bastão em L (espátula de Drigalsk), em três
setores de cada placa, de maneira a esgotar progressivamente o inóculo, com
vistas à obtenção de colônias isoladas.
* Semear primeiro os
meios de ágar verde-brilhante (Kristensen) e ágar SS e, sem recarregar a alça,
passar para o meio BEM ou Mac Conkey.
* Para o enriquecimento,
semear um fragmento de fezes mais ou menos do tamanho de uma ervilha (ou, em se
tratando de fezes líquidas ou de suspensão em meio de transporte, cerca de 1 a
2 ml) em tubos de caldo selenito.
* Incubar a 37ºC e após
18-24 horas, transportar para os meios de isolamento (Kristensen, SS e EMB).
Interpretação:
No meio de Kristensen
(ágar verde brilhante), as colônias de salmonella são róseas, transparentes e circulares;
os Proteus são inibidos e crescem apenas na variante “O”, formando colônias
róseas circunscritas; os coliformes são inibidos substancialmente, porém os que
se desenvolvem produzem colônias opacas e amarelas. Quanto às Shigellas, não se
desenvolvem no meio de Kristensen.
Em ágar SS, crescem bem
tanto as Salmonellas quanto as Shigellas, sob a forma de colônias circulares,
incolores e transparentes; os Proteus dão colônias “O” que só se distinguem das
colônias de Salmonella por serem um
pouco maiores e menos
transparentes e os coliformes são inibidos ou formam colônias vermelhas.
Em ágar EMB, as
Salmonellas e Shigellas crescem sob a forma de colônias róseas, transparentes,
ao passo que os coliformes produzem colônias negras (Escherichia coli) ou
colônias mucóides róseas, com centro negro (Enterobacter); os Proteus são
inibidos e tendem a formar um véu invasor.
Espécies de
Shigella não crescem em meios deficientes em eletrólitos.
4.
SECREÇÃO VAGINAL, A FRESCO e GRAM.
BACTERIOSCÓPICO
DE SECREÇÃO VAGINAL
Bacterioscópico
de secreção vaginal pelo Gram.
Coloração de
Gram. Índice de Nugent.
Hans Christian
J. Gram = bacteriologista dinamarquês, 1853-1938, que padronizou a coloração
que leva o seu nome.
Bacterioscópico
de secreção vaginal a fresco.
Fisiologia:
A coloração de
Gram permite subdividir as bactérias em dois grandes grupos: as designadas
Gram+ (positivas), que têm a capacidade de reter o primeiro corante usado
(cristal violeta), e as Gram- (negativas) que não conseguindo reter o primeiro
corante, adquirem a cor do segundo, após a lavagem com o solvente orgânico.
Este fato se deve à diferença na espessura da camada de peptidoglicano
existente na parede bacteriana. Assim, a camada espessa das Gram+, depois de colapsar
sob o efeito desidratante do etanol, não permite a saída do corante, um
complexo formado pelo cristal violeta e pelo iodo; contrariamente, a camada
fina das Gram mesmo colapsada não evita a saída do corante ficando a célula
incolor, e por isso a necessidade de usar um segundo corante contrastante - a
safranina ou a fucsina.
Flora vaginal:
Microrganismos
da flora normal:
Bacilo de Albert
S. G. Döderlein
Lactobacillus acidophilus
Lactobacillus jensenii
Staphylococcus coagulase negativa
Material
Biológico:
Secreção
vaginal.
Preparo da
Paciente:
Com a paciente
em posição ginecológica, introduzir o espéculo vaginal de modo a visualizar o
colo uterino.
Atenção: em
pacientes virgens, a coleta deverá ser efetuada pelo próprio médico assistente.
Coleta:
A fresco: com
uma alça bacteriológica descartável, coletar do fundo de saco vaginal
(Douglas), uma boa quantidade de secreção e introduzi-la num tubo de ensaio
contendo 1 ml de solução fisiológica glicosada previamente preparada.
Gram: coletar a
secreção com swab, alça bacteriológica descartável ou espátula de Ayre e fazer
esfregaços em lâmina(s) de vidro rigorosamente isenta(s) de outras bactérias.
Obs.: Para
procedimento detalhado de coleta, ver nos títulos “Papanicolaou” e “Cultura”.
Armazenamento:
A fresco: se não
for enviado imediatamente à técnica, manter o tubo de ensaio bem fechado, em
geladeira, entre +2 a +8ºC
Gram: manter
seco e à temperatura ambiente.
Exames
Afins:Cultura de secreção vaginal. Antibiograma. BAAR. Exame a fresco.
Gardnerella vaginalis.
Resultado:
Deve ser
observado o seguinte:
A fresco:
Células
epiteliais descamativas,
Leucócitos,
Hemácias,
Leveduras,
Trichomonas
vaginalis,
“Clue cells”
(geralmente associadas a Gardnerella spp.),
Gram:
Lactobacilos de
Döderlein,
Bacilos Gram
positivos difteróides,
Bacilos Gram
negativos,
Bacilos Gram
negativos fusiformes (sugestivos de Mobiluncus spp.),
Cocos Gram
positivos,
Cocobacilos Gram
lábeis (sugestivos de Gardnerella spp.),
Diplococos Gram negativos
intracelulares,
Índice de
Nugent.
Interpretação:
Varia conforme os resultados obtidos. Os resultados Gram+ ou Gram-
precisam ser
coerentes com a(s) bactéria(s) eventualmente isolada(s) das culturas.
O conhecimento
prévio da característica tintorial da bactéria permite escolher um antibiótico
mais adequado para a terapêutica preliminar da infecção. Após o resultado da
cultura e do antibiograma pode-se decidir, conforme a suscetibilidade,
continuar ou mudar o antibiótico.
6.
Secreção de
Orofaringe
Materiais
·
Espátula
como abaixador de língua
·
Swab
stéril em tubo com meio de stuart
·
Estufa
bacteriológica
·
Microscópio
ótico
·
Bico de
bunsen
·
Placa
estéril
·
Alça
calibrada
·
Lâminas
·
Jarra
com vela
·
Luvas
de proteção
·
Mascara
·
Óculos
de segurança
Procedimento
Coleta do material, secreção orofaringe é
coletada utilizando-se um swab de algodão alginatado especial, com alça fina e
flexível o swab é colocado em meio de transporte, o ágar Stuart, é feita em
jejum após a higiene oral com agua e bochechos, introduzir o swab nas áreas
hiperemidas, áreas vermelhas e com pus sem tocar na língua e bochecha. Retirar
o material e colocar no meio de transporte stuar, mergulhar swab umedecido em
salina estéril, realizar
a coleta do material, preferencialmente com swab estéril e posteriormente fazer
o esfregaço em Lâmina identificada. O esfregaço deve ser preparado em movimento
espiral leve, de dentro para fora, não passando o swab duas vezes no mesmo
local da lâmina deixar secar em temperatura ambiente e acondicionar em porta
lâminas identificado-as.
Depois
de preparar os esfregaços as devem ser conservadas, após fixação pelo calor sem
coloração por tempo indeterminado. Utilizar o lugol, depois descolorar com agua,
álcool,utilizar fucsina durante três segundos. Lavar, secar, e observar na
lente de 100x utilizar óleo imersão.
Laudo:
Predomínio cocos gram-positivos, Streptococcus
spp.
FACULDADE DE EDUCAÇÃO DE BACABAL-FEBAC
CURSO FARMÁCIA
ANDEMILSON OLIVEIRA
FERNANDA CLAUDIA LIMA BISPO
FERNANDA CRISTINA DA SILVA
FERNANDO MACIEL
FRANCISCO MAYCON
GIULIANI JORDANA LIMA
HEDDIE HULLER GOMES SILVA
JUNNO MORAES
LUANNA LIMA
SAMARA CRISTIANE ALVES SILVA
SORAIA ARRUDA CINOCA PESSOA
VALTERLI S. DE OLIVEIRA
RELATÓRIO DE PRÁTICAS DE MICROBIOLOGIA
Bacabal-MA
2015
INTRODUÇÃO
A vida humana está intimamente relacionada com os microrganismos, abundantes no solo, no mar e no ar. Muitas bactérias e vírus produzem graves doenças nos animais, em especial nos seres humanos, como cólera, peste, difteria, tifo, sífilis, tuberculose etc. Os vírus causam poliomielite, herpes e hidrofobia (raiva), entre outras doenças. Mas há bactérias que interferem de forma positiva em sistemas essenciais à sobrevivência humana.
O microrganismo pode ser cultivado e isolado de acordo com suas exigências biológicas, em meios de cultura mantidos a 37o C ou à temperatura ambiente e enriquecidos ou não com determinados nutrientes. Alguns desses seres são anaeróbios (crescem somente na ausência de oxigênio livre), como as bactérias do gênero Clostridium, que inclui a espécie tetani, causadora do tétano. Outros, como o gonococo e o meningococo, exigem ambiente com dez por cento de gás carbônico.
A virulência dos microrganismos se verifica por meio da inoculação em animais, nos quais se analisam as mudanças de temperatura e as lesões provocadas. Quando um microrganismo é virulento para o homem, pode-se provocar uma lesão experimental para descobrir o agente infectante e depois voltar a isolá-lo em meios seletivos. Os animais, protegidos com soros específicos, também podem ser inoculados com os produtos tóxicos de determinadas bactérias.
De acordo com o tamanho, as características bioquímicas ou a maneira como interagem com o homem, os agentes infecciosos se classificam em bactérias, vírus, rickéttsias, micoplasmas e ureaplasmas, fungos, parasitos e clamídias. A observação da forma, cor e aspecto das colônias pode ser feita a olho nu ou ao microscópio.
AULAS REALIZADAS
Coleta de amostra
A amostragem é conjunto e operações com as quais se obtém, do material em estudo uma porção relativamente pequena, de tamanho apropriado, mas que ao mesmo tempo represente corretamente todo o conjunto da amostra, e ainda, pode ser um processo gerador de erro e em muitas áreas de ensaios analíticos, os problemas associados à amostragem, preservação, acondicionamento, armazenamento e transporte têm sido apontados. Os técnicos devem adotar normas internacionais, nacionais ou setoriais, conforme sua necessidade.
Material
- Espátula
- Amostra da faringe
- Swabe
- Lamina
- Microscópico
Coleta da amostra orofaringe
Abaixar a língua com a utilização de uma espátula e com a utilização de swabe estéril foi coletar a amostra da faringe e amídalas para realização do exame bacterioscopico.
Exame bacterioscopico
As bactérias quando coloridas por um corante adequado e levadas ao microscópio, pode-se diferenciar dois tipos distintos de bactérias: as chamadas Gram-positivas e as Gram-negativas. Elas são assim chamadas porque foi o médico dinamarquês Hans Christian Joachim Gram, em 1884, quem elaborou o processo de colorir e descolorir as bactérias. Bactérias Gram-positivas são aquelas cujas paredes celulares não perdem a cor azul-arroxeada quando submetidas a um processo de descoloração depois de terem sido coloridas pela violeta de genciana. As que assumem um tom róseo-avermelhado quando submetidas ao mesmo processo são ditas Gram-negativas.
A técnica de Gram consiste em submeter esfregaços de pus ou outras secreções orgânicas contendo bactérias a agentes químicos específicos, os quais permitem diferenciar bactérias com diferentes estruturas de parede celular a partir das colorações que estas adquirem. O método submete uma amostra bacteriana à violeta de genciana, fixando-a, em
seguida, pelo lugol. Todas as bactérias absorvem e fixam o corante e adquirem uma coloração violácea. Segue-se então um processo de descoloração pelo etanol-acetona. O solvente descolore as membranas externas de algumas bactérias (as Gram-negativas), e não descolore outras (as Gram-positivas). A retenção ou não do corante é dependente das propriedades físicas e químicas das paredes celulares bacterianas tais como espessura, densidade, porosidade e integridade e isso determina a sensibilidade delas às medicações. As bactérias Gram-positivas têm paredes simples e as Gram-negativas têm estrutura mais complexa.
Coloração de Gram
Essa técnica é simples, rápida e tem capacidade de resolução, permitindo o correto diagnóstico em cerca de 80% dos pacientes em caráter de pronto atendimento em nível local. Os custos com investimento e manutenção são consideravelmente baixos diante da eficácia alcançada com os resultados imediatos dos testes. Essa técnica requer instalação simples, necessitando apenas de uma sala pequena com disponibilidade de água e gás, onde deverá ser instalado um balcão com pia e um bico de Busen, eventualmente substituído por uma lamparina ou espiriteira. São ainda necessários: microscópio com objetiva de imersão e bateria para a coloração de Gram. Os corantes devem ser preparados pelo próprio laboratório ou por um laboratório habitado que assegure a qualidade do produto. Finalmente, e mais importante, são necessários técnicos de laboratório treinados, responsáveis e conscientes do valor do seu trabalho.
Material
- Lamina
- Lamparina
- Soluções de cristal-violeta
- Lugol
- Álcool-acetona
- Fucsina
- Microscópio
Procedimeto da coloração de Gram
- Fazer esfregaços em lâminas e fixar pelo calor
- Cobrir a área do esfregaço com a solução de cristal-violeta por cerca de 1min.;
- Lavar com água corrente e escorrer o excesso de água;
- Cobrir a área do esfregaço com a solução de lugol durante cerca de 1 minuto;
- Descorar a lâmina com a mistura álcool-acetona, até que o solvente escorra incolor;
- Cobrir o esfregaço com a solução de fucsina por cerca de 30 segundos;
- Lavar com água corrente;
- Deixar secar ao ar em seguida visualizar ao microscópio com lente de 100x e óleo de imersão.
Baciloscopia
É um dos métodos de diagnostico da tuberculose, é um exame que identifica os Bacilos-Álcool-Ácido-Resistentes, e o método de diagnóstico mais rápido e eficaz.
Método de Ziehl-Nielsen
Baseia-se no fato de que algumas bactérias, como os bacilos da tuberculose e da lepra, quando tratada pela fucsina fenicada à quente, resistem ao descoramento pelo álcool-àcido, daí serem chamados de BACILOS ÁLCOOL-ÁCIDO-RESISTENTES(BAAR).
Preparação do Esfregaço
Lâminas limpas para coloração de Ziehl-Nielsen ou fluorocrômica, ou ambas, bastão esterilizado ou alça microbiológica (paltina) de 3mm de diâmetro, estender uma porção do sedimento por cerca de uma superfície de 1x2cm.
Procedimento
- Cobrir o esfregaço, seco e fixado pelo calor com 5 a 7 gotas do corante carbolfuscina;
-Aquecer a lâmina até emissão do vapor, mas sem deixar secar;
-Lavar a lâmina em água suavemente;
-Descorar com álcool-ácido até que não apareça mais o corante no lavado (2 min);
- Realizar coloração de contraste com azul-de-metila (1 a 2 min);
- Enxaguar, escorrer ao ar (1 a 2 min);
- Observar em objetiva 100x com imersão em óleo.
Conclusão
Ao analisar a lâmina no microscópico segunda a técnica de Ziehl-Nielsen se a coloração dos bacilos se apresentarem na cor vermelha o resultado será positivo, os bacilos
são álcool ácido resistentes, se apresentarem na cor azul os bacilos serão negativos, pois são bacilos não álcool ácidos resistentes.
Bacterioscopia, secreção vaginal. O exame bacteriocópico através da coloração de gram permite um estudo acurado das características morfotinturiais das bactérias e outros elementos (fungos, leucócitos, outros tipos celulares, etc). Presta informações importantes e rápidas para o início da terapia, fornecendo informações semiquantitativas em algumas infecções e estabelecendo o diagnóstico em muitos casos.
Material
- lâminas prontas
- Microscópico
- Óleo de imersão
Procedimento
Foram visualizadas as lâminas de secreção vaginal no microscópico com lente de 100x e óleo de imersão onde o laudo foi o seguinte:
- Flora gram-positiva: alguns bacilos espessos e longos, cocos isolados e aos pares.
- Flora gram-negativa: numerosos bastonetes curtos e finos.
- Predomínio da flora: gram-negativa
Urocultura
A urocultura, também chamada de cultura de urina ou urino cultura, serve para diagnosticar a infecção urinária, qual a bactéria envolvida e o número de colônia existente.
Normalmente, para os resultados serem mais exatos, deve-se coletar a primeira urina da manhã, no entanto, o exame pode ser feito durante o dia. O recipiente onde se coloca a urina deve ser estéril e pode ser comprado na farmácia, mas ele também pode ser fornecido pelo laboratório onde será feito o exame.
Material
- Recipiente estéril para coleta da urina
- Tubos de ensaio
- Micropipeta
- Placa de petri
- Estufa
- Soro fisiológico
- Alça de platina
Procedimento
- Levar o meio de ágar cled para o micro-ondas e deixar aquecendo por 30 segundos para fundir.
- Fazer a coleta da urina em um recipiente estéril.
- Colocar 4,5ml de soro fisiológico em três tubos de ensaio. No primeiro tubo adiciona 500 microlitros de urina e solubiliza. Em seguida coleta 500 microlitros deste tubo de ensaio e adiciona ao segundo tudo de ensaio. Após, coleta 500 microlitros do segundo tudo de ensaio e adiciona no terceiro. Em seguida colocar uma parte do terceiro tudo na placa de petri juntamente com o ágar cled e levar para estufa. Com a utilização da alça de platina fazer movimentos em zig zag na placa.
Coprocultura
Coprocultura é o exame bacteriológico das fezes, geralmente humanas muito utilizadas em casos de gastroenterite adulta. A classificação das bactérias que podem provocar diarreia é o seguinte: bactérias invasoras e bactérias toxigênicas. Após a colheita é realizado o plantio do material em um meio de enriquecimento ou um meio seletivo. O paciente deve colher à amostra num recipiente adequado, contendo o meio de transporte Cary Blair e enviar ao laboratório até 24 horas após a colheita. Apenas introduzir o swab nas fezes recém evacuadas e transpor este para o meio em questão. O material não deve ser refrigerado e o paciente não deve fazer o uso de laxantes.
Material
- Estufa bacteriológica
- Microscópico
- Bico de Bunsen
- Placa estéril
- Alça calibrada
- Lâminas
- Máscara de proteção
- Luvas de procedimentos
Procedimento
No laboratório foi colocada uma pequena amostra de cada recipiente num meio de cultura, para verificar se cresce algum microrganismo e identifica-lo.
Autoclave
A autoclave é um aparelho muito utilizado em laboratórios de pesquisas e hospitais para a esterilização de materiais. O processo de autoclavagem consiste em manter o material contaminado em contato com um vapor de água em temperatura elevada, por um período de tempo suficiente para matar todos os micro-organismos.
A autoclave é formada por um cilindro metálico resistente, vertical ou horizontal, onde geralmente fica a resistência que aquecerá a água. Possui uma tampa que apresenta parafusos de orelhas e permite fechá-la hermeticamente. Em cima da tampa estão a válvulas de segurança e de ar. Apresenta também uma chave de comando para controlar temperatura e um registro indicador de temperatura e pressão.
Procedimento
- Antes de utilizar a autoclave é necessário organizar o material. As placas de Petri, espátulas, pipetas devem ser cobertas com papel. Frascos com meio de cultura, água e soluções não devem ser totalmente fechados. Em geral é utilizada uma rolha feita de algodão e gaze. Essa rolha deixa que o vapor entre dentro do frasco e esterilize a solução. Se o recipiente estiver totalmente fechado não haverá esterilização. É colocada uma fita adesiva indicadora de esterilização que mudará de cor após a autoclavação.
- Adicione água destilada suficiente para cobrir a resistência, de forma a impedir a oxidação do metal e danificação da resistência. Coloque o material no cesto (não coloque mais que um terço do volume do equipamento). Feche a autoclave, rodando as chaves dispostas. E ligue a autoclave no máximo.
- Ligue a autoclave na chave MAX. Espere até começar a sair um jato de ar residual e feche a válvula. Depois que fechar a válvula a temperatura e pressão começarão a subir.
- Após aproximadamente 15 a 20 minutos, quando o registro estiver marcando 121° coloque na temperatura média. A partir desse momento começa a esterilização. Então deve-se marcar 15 ou 20 minutos, (dependendo do volume do material). Após esse período a autoclave deve ser desligada. Atenção: Espere a temperatura abaixar antes de abrir o equipamento.
Retire o material ainda úmido da autoclave e deixe-o secar à temperatura ambiente ou em uma estufa. Observe que a fita indicadora mudará de cor.
Considerações Finais
Através desse relatório podemos verificar a grande importância para preparar diferentes meios de cultura e com os resultados chegar a um lado concreto e eficaz para o paciente. O farmacêutico é a peça principal para a conclusão dos resultados.
Referências
PELCZAR JR, M. J.; Chan, E. C. S.; Krieg, N. R.; Microbiology: concepts and applications; McGrawHill; 1993; 75-76 pp.
RIBEIRO, M. C.; Soares, M. M. S. R.; Microbiologia prática: roteiro e manual; Atheneu; 1993; 5-8pp.
www.profluiscarloscarvalho.com.br
FACULDADE DE EDUCAÇÃO DE BACABAL-FEBAC
CURSO FARMÁCIA
ANDEMILSON OLIVEIRA
FERNANDA CLAUDIA LIMA BISPO
FERNANDA CRISTINA DA SILVA
FERNANDO MACIEL
FRANCISCO MAYCON
GIULIANI JORDANA LIMA
HEDDIE HULLER GOMES SILVA
JUNNO MORAES
LUANNA LIMA
SAMARA CRISTIANE ALVES SILVA
SORAIA ARRUDA CINOCA PESSOA
VALTERLI S. DE OLIVEIRA
RELATÓRIO DE PRÁTICAS DE MICROBIOLOGIA
Bacabal-MA
2015
INTRODUÇÃO
A vida humana está intimamente relacionada com os microrganismos, abundantes no solo, no mar e no ar. Muitas bactérias e vírus produzem graves doenças nos animais, em especial nos seres humanos, como cólera, peste, difteria, tifo, sífilis, tuberculose etc. Os vírus causam poliomielite, herpes e hidrofobia (raiva), entre outras doenças. Mas há bactérias que interferem de forma positiva em sistemas essenciais à sobrevivência humana.
O microrganismo pode ser cultivado e isolado de acordo com suas exigências biológicas, em meios de cultura mantidos a 37o C ou à temperatura ambiente e enriquecidos ou não com determinados nutrientes. Alguns desses seres são anaeróbios (crescem somente na ausência de oxigênio livre), como as bactérias do gênero Clostridium, que inclui a espécie tetani, causadora do tétano. Outros, como o gonococo e o meningococo, exigem ambiente com dez por cento de gás carbônico.
A virulência dos microrganismos se verifica por meio da inoculação em animais, nos quais se analisam as mudanças de temperatura e as lesões provocadas. Quando um microrganismo é virulento para o homem, pode-se provocar uma lesão experimental para descobrir o agente infectante e depois voltar a isolá-lo em meios seletivos. Os animais, protegidos com soros específicos, também podem ser inoculados com os produtos tóxicos de determinadas bactérias.
De acordo com o tamanho, as características bioquímicas ou a maneira como interagem com o homem, os agentes infecciosos se classificam em bactérias, vírus, rickéttsias, micoplasmas e ureaplasmas, fungos, parasitos e clamídias. A observação da forma, cor e aspecto das colônias pode ser feita a olho nu ou ao microscópio.
AULAS REALIZADAS
Coleta de amostra
A amostragem é conjunto e operações com as quais se obtém, do material em estudo uma porção relativamente pequena, de tamanho apropriado, mas que ao mesmo tempo represente corretamente todo o conjunto da amostra, e ainda, pode ser um processo gerador de erro e em muitas áreas de ensaios analíticos, os problemas associados à amostragem, preservação, acondicionamento, armazenamento e transporte têm sido apontados. Os técnicos devem adotar normas internacionais, nacionais ou setoriais, conforme sua necessidade.
Material
- Espátula
- Amostra da faringe
- Swabe
- Lamina
- Microscópico
Coleta da amostra orofaringe
Abaixar a língua com a utilização de uma espátula e com a utilização de swabe estéril foi coletar a amostra da faringe e amídalas para realização do exame bacterioscopico.
Exame bacterioscopico
As bactérias quando coloridas por um corante adequado e levadas ao microscópio, pode-se diferenciar dois tipos distintos de bactérias: as chamadas Gram-positivas e as Gram-negativas. Elas são assim chamadas porque foi o médico dinamarquês Hans Christian Joachim Gram, em 1884, quem elaborou o processo de colorir e descolorir as bactérias. Bactérias Gram-positivas são aquelas cujas paredes celulares não perdem a cor azul-arroxeada quando submetidas a um processo de descoloração depois de terem sido coloridas pela violeta de genciana. As que assumem um tom róseo-avermelhado quando submetidas ao mesmo processo são ditas Gram-negativas.
A técnica de Gram consiste em submeter esfregaços de pus ou outras secreções orgânicas contendo bactérias a agentes químicos específicos, os quais permitem diferenciar bactérias com diferentes estruturas de parede celular a partir das colorações que estas adquirem. O método submete uma amostra bacteriana à violeta de genciana, fixando-a, em
seguida, pelo lugol. Todas as bactérias absorvem e fixam o corante e adquirem uma coloração violácea. Segue-se então um processo de descoloração pelo etanol-acetona. O solvente descolore as membranas externas de algumas bactérias (as Gram-negativas), e não descolore outras (as Gram-positivas). A retenção ou não do corante é dependente das propriedades físicas e químicas das paredes celulares bacterianas tais como espessura, densidade, porosidade e integridade e isso determina a sensibilidade delas às medicações. As bactérias Gram-positivas têm paredes simples e as Gram-negativas têm estrutura mais complexa.
Coloração de Gram
Essa técnica é simples, rápida e tem capacidade de resolução, permitindo o correto diagnóstico em cerca de 80% dos pacientes em caráter de pronto atendimento em nível local. Os custos com investimento e manutenção são consideravelmente baixos diante da eficácia alcançada com os resultados imediatos dos testes. Essa técnica requer instalação simples, necessitando apenas de uma sala pequena com disponibilidade de água e gás, onde deverá ser instalado um balcão com pia e um bico de Busen, eventualmente substituído por uma lamparina ou espiriteira. São ainda necessários: microscópio com objetiva de imersão e bateria para a coloração de Gram. Os corantes devem ser preparados pelo próprio laboratório ou por um laboratório habitado que assegure a qualidade do produto. Finalmente, e mais importante, são necessários técnicos de laboratório treinados, responsáveis e conscientes do valor do seu trabalho.
Material
- Lamina
- Lamparina
- Soluções de cristal-violeta
- Lugol
- Álcool-acetona
- Fucsina
- Microscópio
Procedimeto da coloração de Gram
- Fazer esfregaços em lâminas e fixar pelo calor
- Cobrir a área do esfregaço com a solução de cristal-violeta por cerca de 1min.;
- Lavar com água corrente e escorrer o excesso de água;
- Cobrir a área do esfregaço com a solução de lugol durante cerca de 1 minuto;
- Descorar a lâmina com a mistura álcool-acetona, até que o solvente escorra incolor;
- Cobrir o esfregaço com a solução de fucsina por cerca de 30 segundos;
- Lavar com água corrente;
- Deixar secar ao ar em seguida visualizar ao microscópio com lente de 100x e óleo de imersão.
Baciloscopia
É um dos métodos de diagnostico da tuberculose, é um exame que identifica os Bacilos-Álcool-Ácido-Resistentes, e o método de diagnóstico mais rápido e eficaz.
Método de Ziehl-Nielsen
Baseia-se no fato de que algumas bactérias, como os bacilos da tuberculose e da lepra, quando tratada pela fucsina fenicada à quente, resistem ao descoramento pelo álcool-àcido, daí serem chamados de BACILOS ÁLCOOL-ÁCIDO-RESISTENTES(BAAR).
Preparação do Esfregaço
Lâminas limpas para coloração de Ziehl-Nielsen ou fluorocrômica, ou ambas, bastão esterilizado ou alça microbiológica (paltina) de 3mm de diâmetro, estender uma porção do sedimento por cerca de uma superfície de 1x2cm.
Procedimento
- Cobrir o esfregaço, seco e fixado pelo calor com 5 a 7 gotas do corante carbolfuscina;
-Aquecer a lâmina até emissão do vapor, mas sem deixar secar;
-Lavar a lâmina em água suavemente;
-Descorar com álcool-ácido até que não apareça mais o corante no lavado (2 min);
- Realizar coloração de contraste com azul-de-metila (1 a 2 min);
- Enxaguar, escorrer ao ar (1 a 2 min);
- Observar em objetiva 100x com imersão em óleo.
Conclusão
Ao analisar a lâmina no microscópico segunda a técnica de Ziehl-Nielsen se a coloração dos bacilos se apresentarem na cor vermelha o resultado será positivo, os bacilos
são álcool ácido resistentes, se apresentarem na cor azul os bacilos serão negativos, pois são bacilos não álcool ácidos resistentes.
Bacterioscopia, secreção vaginal. O exame bacteriocópico através da coloração de gram permite um estudo acurado das características morfotinturiais das bactérias e outros elementos (fungos, leucócitos, outros tipos celulares, etc). Presta informações importantes e rápidas para o início da terapia, fornecendo informações semiquantitativas em algumas infecções e estabelecendo o diagnóstico em muitos casos.
Material
- lâminas prontas
- Microscópico
- Óleo de imersão
Procedimento
Foram visualizadas as lâminas de secreção vaginal no microscópico com lente de 100x e óleo de imersão onde o laudo foi o seguinte:
- Flora gram-positiva: alguns bacilos espessos e longos, cocos isolados e aos pares.
- Flora gram-negativa: numerosos bastonetes curtos e finos.
- Predomínio da flora: gram-negativa
Urocultura
A urocultura, também chamada de cultura de urina ou urino cultura, serve para diagnosticar a infecção urinária, qual a bactéria envolvida e o número de colônia existente.
Normalmente, para os resultados serem mais exatos, deve-se coletar a primeira urina da manhã, no entanto, o exame pode ser feito durante o dia. O recipiente onde se coloca a urina deve ser estéril e pode ser comprado na farmácia, mas ele também pode ser fornecido pelo laboratório onde será feito o exame.
Material
- Recipiente estéril para coleta da urina
- Tubos de ensaio
- Micropipeta
- Placa de petri
- Estufa
- Soro fisiológico
- Alça de platina
Procedimento
- Levar o meio de ágar cled para o micro-ondas e deixar aquecendo por 30 segundos para fundir.
- Fazer a coleta da urina em um recipiente estéril.
- Colocar 4,5ml de soro fisiológico em três tubos de ensaio. No primeiro tubo adiciona 500 microlitros de urina e solubiliza. Em seguida coleta 500 microlitros deste tubo de ensaio e adiciona ao segundo tudo de ensaio. Após, coleta 500 microlitros do segundo tudo de ensaio e adiciona no terceiro. Em seguida colocar uma parte do terceiro tudo na placa de petri juntamente com o ágar cled e levar para estufa. Com a utilização da alça de platina fazer movimentos em zig zag na placa.
Coprocultura
Coprocultura é o exame bacteriológico das fezes, geralmente humanas muito utilizadas em casos de gastroenterite adulta. A classificação das bactérias que podem provocar diarreia é o seguinte: bactérias invasoras e bactérias toxigênicas. Após a colheita é realizado o plantio do material em um meio de enriquecimento ou um meio seletivo. O paciente deve colher à amostra num recipiente adequado, contendo o meio de transporte Cary Blair e enviar ao laboratório até 24 horas após a colheita. Apenas introduzir o swab nas fezes recém evacuadas e transpor este para o meio em questão. O material não deve ser refrigerado e o paciente não deve fazer o uso de laxantes.
Material
- Estufa bacteriológica
- Microscópico
- Bico de Bunsen
- Placa estéril
- Alça calibrada
- Lâminas
- Máscara de proteção
- Luvas de procedimentos
Procedimento
No laboratório foi colocada uma pequena amostra de cada recipiente num meio de cultura, para verificar se cresce algum microrganismo e identifica-lo.
Autoclave
A autoclave é um aparelho muito utilizado em laboratórios de pesquisas e hospitais para a esterilização de materiais. O processo de autoclavagem consiste em manter o material contaminado em contato com um vapor de água em temperatura elevada, por um período de tempo suficiente para matar todos os micro-organismos.
A autoclave é formada por um cilindro metálico resistente, vertical ou horizontal, onde geralmente fica a resistência que aquecerá a água. Possui uma tampa que apresenta parafusos de orelhas e permite fechá-la hermeticamente. Em cima da tampa estão a válvulas de segurança e de ar. Apresenta também uma chave de comando para controlar temperatura e um registro indicador de temperatura e pressão.
Procedimento
- Antes de utilizar a autoclave é necessário organizar o material. As placas de Petri, espátulas, pipetas devem ser cobertas com papel. Frascos com meio de cultura, água e soluções não devem ser totalmente fechados. Em geral é utilizada uma rolha feita de algodão e gaze. Essa rolha deixa que o vapor entre dentro do frasco e esterilize a solução. Se o recipiente estiver totalmente fechado não haverá esterilização. É colocada uma fita adesiva indicadora de esterilização que mudará de cor após a autoclavação.
- Adicione água destilada suficiente para cobrir a resistência, de forma a impedir a oxidação do metal e danificação da resistência. Coloque o material no cesto (não coloque mais que um terço do volume do equipamento). Feche a autoclave, rodando as chaves dispostas. E ligue a autoclave no máximo.
- Ligue a autoclave na chave MAX. Espere até começar a sair um jato de ar residual e feche a válvula. Depois que fechar a válvula a temperatura e pressão começarão a subir.
- Após aproximadamente 15 a 20 minutos, quando o registro estiver marcando 121° coloque na temperatura média. A partir desse momento começa a esterilização. Então deve-se marcar 15 ou 20 minutos, (dependendo do volume do material). Após esse período a autoclave deve ser desligada. Atenção: Espere a temperatura abaixar antes de abrir o equipamento.
Retire o material ainda úmido da autoclave e deixe-o secar à temperatura ambiente ou em uma estufa. Observe que a fita indicadora mudará de cor.
Considerações Finais
Através desse relatório podemos verificar a grande importância para preparar diferentes meios de cultura e com os resultados chegar a um lado concreto e eficaz para o paciente. O farmacêutico é a peça principal para a conclusão dos resultados.
Referências
PELCZAR JR, M. J.; Chan, E. C. S.; Krieg, N. R.; Microbiology: concepts and applications; McGrawHill; 1993; 75-76 pp.
RIBEIRO, M. C.; Soares, M. M. S. R.; Microbiologia prática: roteiro e manual; Atheneu; 1993; 5-8pp.
www.profluiscarloscarvalho.com.br
FACULDADE DE EDUCAÇÃO DE BACABAL – FEBAC
CURSO DE FARMÁCIA
ANDEMILSON
SANTOS, ELISÂNGELA SILVA, FRANCINEUMA CUNHA, IVAM SILVA, LENICE OLIVEIRA, ANA PAULA
FERREIRA, RAFAEL MACIEL, ROSILDA ARAÚJO, STEFANE SARA SOARES, TAYANE LUCENA,
TARCÍSIO LIRA, VERIDIANE VIDAL, WILLANE FALCAO
PRÁTICAS
LABORATORIAIS DE MICROBIOLOGIA CLÍNICA
Relatório
apresentado a disciplina Microbiologia Clínica para demonstrar as atividades
realizadas em laboratório. Curso de Farmácia 9º período como requisito para
obtenção de nota, tendo como orientador o professor: Drº Luis Carlos Figueira de Carvalho.
BACABAL-MA
2015
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO.............................................................................................................. 06
2 COLETA DE AMOSTRA............................................................................................ 07
3 PREPARO DE ESFREGAÇO E COLORAÇÃO DE GRAM...................................07
4 EXAME BACTERIOSCÓPICO.................................................................................. 08
5 PREPARO DE MEIO DE CULTURA....................................................................... 09
6 CULTURA
DE URINA.................................................................................... 10
6 AGAR
SANGUE..................................................... ........................................ 11
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS........................................................................................ 12
REFERÊNCIAS............................................................................................................... 13
1
INTRODUÇÃO
O presente
trabalho expõe atividades realizadas de aulas práticas de Microbiologia Clínica,
onde foi possível executar tarefas de biossegurança, uso dos EPIs antes e após
as práticas as quais envolveram tarefas como: coleta de amostra da orofaringe,
preparo de esfregaço e coloração de gram, exame bacterioscópico, preparo de
meios de cultura, Técnicas de Semeadura: Pour Plate e Pos Plate, cultura de
urina e Agar sangue. Tendo como orientador o professor: Drº Luis Carlos Figueira de Carvalho.
2 COLETA DE AMOSTRA- OROFARINGE
Materiais
utilizados:
ü Assoalho
ü Lâmina
ü Lucas de
procedimento
ü Jaleco
ü Abaixador de
língua
Procedimentos:
Após os
procedimentos de segurança de realização de higienização das mãos e calçar as
luvas usando o abaixador de língua empurrar a mesma para baixo e coletar o
material da orofaringe do indivíduo usando o assoalho fazendo movimentos leves,
Em seguida passa o assoalho na lâmina já identificada em movimentos suaves e em
círculo.
3
PREPARO DE
ESFREGAÇO E COLORAÇÃO DE GRAM
Na coloração de
Gram: as células bacterianas são caracterizadas morfologicamente possuindo um comportamento
tintorial: Gram-positiva (ROXO) ou Gram-negativa
(VERMELHO). Onde as diferenças de coloração estão relacionadas às diferenças na
composição da parede bacteriana. Importante tanto para acompanhar o isolamento
das amostras, como também para determinar o tipo de antibiótico que deve ser
utilizado em diferentes infecções.
MATERIAIS
ü Lamparina
ü Corante Violeta
ü Lugol
ü Fucsina
ü Água destilada
ü Microscópio
ü Óleo de imersão
ü
PROCEDIMENTOS
ü Após deixar a
lâmina secar
ü Fixar ao calor da
chama da lamparina
ü Colocar o
corante violeta- 1 min.
ü Colocar o lugol-
1 min.
ü Descorar a
lâmina com álcool cetona e lavar com água
ü Colocar a
fucsina e lavar com água
ü Deixar a lâmina
secar colocar óleo de imersão e observar em objetiva de (100x)
4 EXAME BACTERIOSCÓPICO
MATERIAIS
ü Microscópio
ü Óleo de imersão
ü Lãmina
previamente corada
PROCEDIMENTOS
Colocar óleo de imersão na lâmina e focalizar
na objetiva de (10x)e em seguida mudar para a objetiva de (100x). Observando as
formas e a coloração da bactérias. Onde foi possível identificar as bactérias e
elaborar um laudo de resultados.
Barctérias Gram-positivas e Gram-negativas
Gram-positivas
Gram-negativas
5 PREPARO DE MEIO DE CULTURA
São misturas de nutrientes necessários ao crescimento microbiano que deve
conter a fonte de energia e de todos os elementos imprescindíveis à vida das
células.
·
Meio
chaptônica
MATERIAIS
ü 10 g do meio
chaptônica
ü 50 ml de água
destilada
ü Becker
ü Bastão de vidro
PROCEDIMENTOS
Pesar
10g do meio chaptônica e dissolver em 50 ml de água destilada, usando um Becker
e um bastão de vidro, em seguida transferir para um erlemayer, identificar,
tampar com gaze e algodão e colocar no autoclave.
6 CULTURA
DE URINA
Tecnicas de Semeadura:
·
Técnica Pour Plate
MATERIAIS
ü um becker
ü três tubos de ensaio
ü um placa de
petre
ü Pipeta
ü Soro fisiológico
ü Estufa
ü Geladeira
ü 500 mcl de urina
PROCEDIMENTOS
Colocar
em cada tubo de ensaio 4,5 ml de soro fisiológico, em seguida fazer a diluição
colocando 0,5 ml de urina no primeiro tubo, retirando deste 0,5 depositando no
segundo 0,5 ml, e do segundo 0,5 ml depositando no terceiro tubo e por fim 0,5
ml deste na placa de petre já com 1/3 de Agar clech fundido e homogeneizar,
depois de esfriar deve-se colocar na estufa com a tampa para baixo verificar o
crescimento em 24 e 48 horas.
·
Técnica
Pos Plate
MATERIAIS
·
Um
Becker
·
Um
tubo de ensaio
·
Uma
alça calibrada
·
Uma
placa de petre
·
Soro
fisiológico
·
Pipeta
PROCEDIMENTOS
Coloca-se
0,5 ml de urina no tubo de ensaio já com 4,5 ml de soro fisiológico, em seguida
passa a alça calibrada na solução de urina e soro fisiológico e faz-se a
semeadura na placa de petre contendo Agar clech, nos dois sentidos de
orientação na placa. Fecha a placa e coloca na estufa por 24 e ou 48 hs.
6 AGAR
SANGUE
·
AGAR BASE
Usado para fazer
Agar sangue.
MATERIAIS
·
12
g de Agar Base ( Blood)
·
300
ml dde água destilada
·
Becker
·
Bastão
de vidro
PROCEDIMENTOS
Pesa-se
12 g de Agar base ( Blood), e disolve em 300ml de água destilada, transfere o
conteúdo para um erlemeyer e tampa com gaze, amarrando bem, identificando em
seguida colocar no autoclave.
7
CONSIDERAÇÕES FINAIS
As
práticas realizadas foram de suma importância, ofertando oportunidades
necessárias para nossa formação profissional, onde foi possível realizar
tarefas da rotina do laboratório de Microbiologia, fundamentais para que o
Clínico faça um diagnóstico mais preciso
e favorecer um melhor tratamento aos
pacientes. Adquirir conhecimento, prática, manusear equipamentos.
Portanto,
é possível afirmar que as práticas foram fundamentais para que sejam fixados os
conhecimentos adquiridos em sala de aula.
REFERÊNCIAS
VERMELHO, Alane
Beatriz. Práticas de Microbiologia. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,.2006.
HTTP//http://ptbr.aia1317.wikia.com/wiki/Aula_pr%C3%A1tica:_provas_de_identifica%C3%A7%C3%A3o_bacteriana_aplicadas_na_microbiologia_cl%C3%ADnica.
Acesso em: 21/09/2015.
